最終更新：2026年10月14日
薬の開発や細胞を使う医療では、たくさんの細胞を調べたり、必要な細胞だけを操作したりする技術が重要です。私たちは、髪の毛より小さな流路や穴、光、顕微鏡、AIを組み合わせ、「速さ」と「一つひとつの細胞への細やかさ」を両立する研究に取り組んでいます。
細胞にものを入れる、細胞をゲルで包む、細胞の変化を調べる――個々の技術は違っていても、「細胞を適切に扱い、結果を1個ずつ確かめる」という目標でつながっています。
たとえば、1個ずつ手作業で細胞を扱うと、数万・数百万個の処理に時間がかかります。そこで、微小な構造を大量に並べて、たくさんの細胞を同時に処理します。
細胞の表面には、物質の出入りを制限する「細胞膜」があります。細胞を直径8～15 µm（1 µmは1 mmの1000分の1）の微小な貫通孔に通すと、膜が一時的に透過しやすくなります。この性質を利用して、遺伝子や研究用の分子などを細胞内へ導入します。
最大62,000孔 / 毎分最大300万細胞
2025年の共同研究で報告した装置・処理能力の最大値。導入率や細胞生存率は細胞種・条件によって変わります。
顕微鏡の下で細いノズルやナノリットル（nL）ピペットを多数並べ、微量の液体を使って細胞を捕まえたり、位置を変えたりする技術です。電気の力で微小な液体の流れを生む方法も研究してきました。
ゲルは水を多く含む柔らかい材料です。ゼラチン由来の光硬化性材料（GelMA）などを使い、細胞1個から少数個を含む小さなゲルの区画を並列に作製します。立体的な細胞培養に利用できます。骨の成分に似たナノハイドロキシアパタイト（nHA）を加え、骨分化への応用も検証しています。
微小パターン：80～250 µm
2025年の共同研究では、NIH-3T3細胞で約97.2%の生存率を報告しました。
多くの細胞は、見た目も性質も少しずつ違います。私たちは画像から目的の細胞を見つけ、その細胞の近くにだけ働きかける方法を研究しています。
顕微鏡画像から細胞の位置や輪郭を検出し、その座標に合わせてLCDで光パターンを照射します。2025年の学会発表では、HeLa細胞を用いたYOLOv8／Mask R-CNNによる画像認識と、PEGDAの選択的光硬化パターン形成を報告しました。これらを組み合わせ、狙った細胞を包む技術へと発展させています。
光を吸収する小さなディスクを短いレーザーパルスで照射すると、その近くに機械的な作用が生じます。この作用で細胞膜を一時的に透過させ、細胞内へ物質を入れます。細胞からの距離、ディスクの大きさ、細胞種による違いを評価しました。
2025年論文：最適条件で最大60%の導入収率
20 µm・50 µmの微小ディスクを比較。分子導入効率と細胞生存性の両方を評価しています。
二つの研究を支えるのは、装置をつくり、実験結果を測り、その結果を次の設計に戻す技術です。
細い流路、微小バルブ、SlipChip、微細ノズルなどを設計・製作します。PDMSの加工、マスク式光造形、直接インク描画（DIW）などを使い、実際の形状や流れを確かめます。
顕微鏡画像で細胞を一つひとつ検出し、形や蛍光の強さを数値にします。染色を使わない連続撮影（タイムラプス）などで時間変化を追い、薬剤や操作による影響も評価します。
CADによる形状設計や3Dプリンタの製作条件を、実験データに基づいて改善します。LLMによる設計支援やベイズ最適化は、そのための研究対象です。
実験から得たデータを次の設計に活かし、開発サイクルを効率化する研究を進めています。
単一細胞を「操作する対象」として調べる研究に加え、生きた細胞の働きそのものを装置の一部に利用するバイオハイブリッドシステムにも取り組んでいます。ミドリムシ（Euglena gracilis）は、光の刺激に応じて泳ぐ性質を持っています。微小流路の中で光を制御して、その動きを誘導する研究を行いました。
2025年研究：光で誘導された約1 mmの移動（30～190秒）
光の照射条件に応じてミドリムシ集団の移動を制御し、将来の物質輸送やバイオハイブリッドシステムへの応用を目指します。
模式図は理解を助けるために独自に描いたものです。具体的な条件、顕微鏡写真、計測値は以下の論文・学会発表をご覧ください。
単一細胞加工、ハイスループット、マイクロ流体、メカノポレーション、細胞内導入、細胞スクリーニング、ゲル封入、オプトポレーション、画像サイトメトリー、3Dプリンティング、ベイズ最適化、実験自動化、バイオハイブリッドシステム
2022年度ポスターは過去の研究内容を示す記録として残しています。現在の研究構成はこのページ上部をご覧ください。
Last updated: October 14, 2026
Drug discovery and cell-based medicine need technologies that handle large populations and work with selected cells individually. We combine tiny channels and pores, light, microscopy and AI to pursue both speed and precision.
Delivering molecules, encapsulating cells and measuring cell responses are distinct techniques connected by one aim: precise manipulation and quantitative measurement at single-cell resolution.
Handling one cell at a time does not scale easily. We therefore arrange tiny structures in arrays to manipulate many cells in parallel.
A cell membrane regulates what can enter. Pushing cells through 8–15 µm through-holes (1 µm = one-thousandth of a millimeter) temporarily increases membrane permeability, allowing research molecules and genetic cargo to enter.
Up to 62,000 holes / 3 million cells per minute
Maximum reported in a collaborative 2025 study; delivery and viability depend on cell type and operating conditions.
Micronozzles and nanoliter (nL) pipette arrays enable small-volume liquid handling and cell capture or positioning at multiple sites. We have also studied electrokinetic pumping for precise microscale actuation.
Hydrogels are soft, water-rich materials. Using photocurable materials such as GelMA, we produce arrays of small gel compartments containing one or a few cells, supporting 3D culture. Nanohydroxyapatite (nHA) additives have also been studied for osteogenic differentiation and bone regeneration research.
Pattern sizes: 80–250 µm
The 2025 collaborative study reported approximately 97.2% cell viability for NIH-3T3 cells.
Individual cells vary in appearance and function. We investigate ways to find a particular cell in an image and apply an intervention at its location.
Microscopy and AI reveal each cell’s position and contours, which can guide LCD-patterned illumination. Our 2025 conference paper demonstrated HeLa-cell detection using YOLOv8/Mask R-CNN and selective PEGDA photocuring. We are advancing these elements toward targeted cell encapsulation.
A short laser pulse irradiates a light-absorbing microdisk, creating localized mechanical effects that temporarily permeabilize cell membranes. We study how disk diameter, distance from cells and cell type change delivery and damage.
2025 study: up to 60% delivery yield under optimized conditions
The study compared 20 µm and 50 µm disks. We evaluated molecular-delivery yield together with cell viability.
Both directions depend on fabrication, quantitative measurement, and data-driven improvement.
We design and fabricate tiny channels, microvalves, SlipChips and micronozzles using PDMS processes, masked stereolithography and direct ink writing (DIW), then verify device dimensions and flow performance.
Microscopy and image cytometry identify individual cells and quantify shape and fluorescence. Label-free time-lapse imaging can track cell responses over time, including drug-related effects.
We investigate LLM-assisted CAD workflows and Bayesian optimization to improve geometries and 3D printing settings using experimental measurements.
We use experimental data to refine designs and improve the efficiency of iterative research workflows.
Alongside engineering cells as targets of manipulation, we explore biohybrid systems that use living cells as functional components. Euglena gracilis responds to light and swims through microscopic channels. Our research controls illumination to guide these movements.
2025 study: light-directed ≈1 mm displacement (30–190 s)
By varying the illumination pattern, we can guide Euglena populations toward future applications in cargo transport and biohybrid systems.
These original explanatory diagrams simplify the underlying science. Refer to the journal papers and conference proceedings for actual microscopy images, operating conditions, and measurements.
Single-cell engineering, high-throughput processing, microfluidics, mechanoporation, intracellular delivery, cell screening, hydrogel encapsulation, optoporation, image cytometry, 3D printing, Bayesian optimization, experimental automation, biohybrid systems
The 2022 poster is retained as a historical record. The sections above explain our current research structure.
